乙肝病毒（HBV）感染是我国乃至全世界的一个严重的公共卫生问题，是导致肝炎的主要原因之一，长期感染会导致肝纤维化、肝硬化甚至肝癌的发生,目前全球慢性HBV感染者约有2.5亿人。HBV基因组DNA是一个松弛环状的DNA（rcDNA），长度约3.2 kb。一旦感染细胞，rcDNA会进入到细胞核并转化为共价闭合环状DNA（cccDNA），cccDNA是HBV所有病毒基因转录的模板，以微染色体的形式稳定存在且难以清除，是HBV反复复发且难以清除的根本原因^[1,2]，因此研究HBV cccDNA转录调控的分子机制具有重要的科研价值和临床研究意义。 

　　2023年8月3日，清华大学医学院李海涛课题组、北京生命科学研究所/清华大学生物医学交叉研究院李文辉课题组和清华大学医学院王大亮副教授合作，在Nature communications杂志在线发表了题为Molecular insights into Spindlin1-HBx interplay and its impact on HBV transcription from cccDNA minichromosome（Spindlin1-HBx互作及其影响乙肝病毒闭合环状DNA微染色体转录的分子机理解析）的研究论文，报道了HBV编码的关键调控蛋白HBx如何通过劫持和利用表观因子Spindlin1蛋白来攻克异染色质障碍进而促进HBV cccDNA转录的分子机理 (图1)。 　　  

　　图1：Spindlin1-HBx互作调控HBV cccDNA微染色体状态切换与转录的机制示意图 

　　该研究通过基于表面等离子共振成像（SPRi）技术的多肽阵列筛选^[3]、等温量热滴定（ITC）和结构生物学等方法发现HBx的N端保守序列（第2-21位的氨基酸，HBx_2-21）可以与Spindlin1蛋白的第3个Tudor结构域互作，并解析了Spindlin1-HBx_2-21复合物的晶体结构。接着，通过结构分析、生化结合以及细胞实验发现，HBx蛋白与Spindlin1第3个Tudor的结合可以与Spindlin1第1和第2个Tudor结构域对组蛋白甲基化修饰的识别很好的共存。有意思的是，体外ITC实验表明与HBx结合后，Spindlin1对组蛋白H3“K4me3-K9me3”二价修饰的识别能力提高了3.5倍，亲和力高达3.8 纳摩尔，是迄今报导的最强组蛋白修饰识别事件。接着，研究者利用李文辉教授课题组发现并建立的HBV感染HepG2-NTCP细胞模型^{[4, 5]}开展了一系列功能实验。研究表明Spindlin1-HBx互作可以促进HBV cccDNA的转录，并且这种促进作用与HBV cccDNA微染色体从H3K9me3标志的异染色质状态向以H3K4me3和乙酰化修饰标志的活跃染色质状态的转变有关。值得一提的是，该研究还发现Spindlin1与HBx的N端保守序列互作会影响HBx蛋白构象的改变，将HBx构象从折叠的不活跃状态转变为伸展的活跃状态，进而促进HBx与其它互作因子如DDB1^[6]和Bcl-2^[7]等的结合来协同调控HBV基因组的活化。 

　　该研究揭示了Spindlin1与HBx蛋白互作的结构基础，阐述了Spindlin1-HBx通过调控HBV cccDNA修饰状态及HBx蛋白构象改变进而促进HBV转录的分子机理。 

　　李海涛课题组致力于揭示表观调控因子在遗传信息解读，以及癌症、病毒和白血病等人类疾病发生中的作用机理。在此前的报道中，李海涛课题组发现表观调控因子Spindlin1可以通过其第1和第2个Tudor结构域识别多种组蛋白甲基化修饰模式，响应不同的上游甲基化“书写器”（writer）通路，识别不同基因组区段的H3K4me3修饰或修饰组合景观，从表观遗传层面调控重要基因的表达^{[8, 9]}。本研究阐明了Spindlin1蛋白3个Tudor结构域可以协同作用共同促进HBV cccDNA的转录，拓宽了领域内对表观调控因子在HBV生命周期中发挥的特异作用机制的理解，为靶向HBV慢性感染及相关疾病的治疗提供了重要理论基础。 

　　清华大学医学院李海涛教授、北京生命科学研究所/清华大学生物医学交叉研究院李文辉教授和清华大学医学院王大亮副教授为共同通讯作者，清华大学医学院李海涛课题组博士后刘伟和北京生命科学研究所已毕业博士生姚奇艳为本文的共同第一作者，清华大学医学院已出站博士后苏晓楠和医学实验班2017级学生邓雅方等人参与了本研究。前中科院纳米所研究员朱劲松博士及其博士生杨墨在基于SPRi的多肽阵列筛选实验中提供了重要技术支撑。 

　　（来源：BioArt） 

　　参考文献： 

　　1. Bock, C.T., et al., Hepatitis-B Virus Genome Is Organized into Nucleosomes in the Nucleus of the Infected Cell. Virus Genes, 1994. 8(3): p. 215-229. 

　　2. Nassal, M., HBV cccDNA: viral persistence reservoir and key obstacle for a cure of chronic hepatitis B. Gut, 2015. 64(12): p. 1972-84. 

　　3. Zhao, S., et al., Kinetic and high-throughput profiling of epigenetic interactions by 3D-carbene chip-based surface plasmon resonance imaging technology. Proc Natl Acad Sci U S A, 2017. 114(35): p. E7245-e7254. 

　　4. Sun, Y., et al., NTCP-Reconstituted In Vitro HBV Infection System. Methods Mol Biol, 2017. 1540: p. 1-14. 

　　5. Yan, H., et al., Sodium taurocholate cotransporting polypeptide is a functional receptor for human hepatitis B and D virus. eLife, 2012. 1: p. e00049. 

　　6. Decorsiere, A., et al., Hepatitis B virus X protein identifies the Smc5/6 complex as a host restriction factor. Nature, 2016. 531(7594): p. 386-9. 

　　7. Jiang, T., et al., Structural and biochemical analysis of Bcl-2 interaction with the hepatitis B virus protein HBx. Proc Natl Acad Sci U S A, 2016. 113(8): p. 2074-9. 

　　8. Su, X., et al., Molecular basis underlying histone H3 lysine-arginine methylation pattern readout by Spin/Ssty repeats of Spindlin1. Genes Dev, 2014. 28(6): p. 622-36. 

　　9. Zhao, F., et al., Molecular basis for histone H3 "K4me3-K9me3/2" methylation pattern readout by Spindlin1. J Biol Chem, 2020. 295(49): p. 16877-16887.